Barwienie bakterii
Barwienie metodą Grama odczynniki: fiolet krystaliczny,
płyn Lugola, alkoholem etylowym, roztwór fuksyny zasadowej |
1. Nanieść
bakterie na szkiełko podstawowe. ·
W przypadku wykonywania preparatu z hodowli płynnej wystarczy
nanieść na szkiełko kroplę hodowli lub pobrać odrobinę bakterii jałową ezą
(czyli wyżarzoną w płomieniu palnika) i rozprowadzić zawiesinę na powierzchni
szkiełka. ·
W przypadku wykonywania preparatu z bakterii wyrosłych na
podłożach stałych należy materiał pobrać jałową ezą (czyli wyżarzoną w
płomieniu palnika), następnie
zawiesić bakterie w kropli soli fizjologicznej naniesionej na szkiełko
podstawowe. Zabiegi te mają na celu przygotowanie bakterii w postaci niezbyt gęstej zawiesiny. Po wysuszeniu utrwalić preparat przez przeciągnięcie szkiełka podstawowego nad płomieniem palnika. Należy uważać, żeby nie trwało to zbyt długo i żeby bakterii nie przypalić!!! 2. Na
utrwalone bakterie nakroplić fiolet krystaliczny w ten sposób by pokrył on
powierzchnię, na którą naniesiono bakterie. Barwnik pozostawić na 2 minuty.
Po tym czasie zmyć fiolet wodą destylowaną. 3. Nanieść płyn Lugola na 1 minutę. Płyn
spłukać obficie najpierw alkoholem etylowym, a później wodą destylowaną. 4. Nanieść
na preparat roztwór fuksyny zasadowej na 40 sekund. Po tym czasie spłukać
szkiełko wodą destylowaną i wysuszyć preparat. Przed umieszczeniem na stoliku
mikroskopu nanieść na szkiełko kroplę olejku immersyjnego. Oglądać używając
obiektywu dającego stukrotne powiększenie. Bakterie określane jako Gram (+) barwią się na kolor niebiesko-fioletowy, bakterie G (-) na czerwono-różowy |
|
|
Barwienie
błękitem metylenowym Jest to typ barwienia prostego odczynniki: błękit metylenowy |
1.
Preparat przygotowujemy do
barwienia w sposób identyczny jak w przypadku barwienia metodą Grama (punkt 1).
2.
Preparat zalać na 5 minut
barwnikiem i spłukać delikatnie wodą 3.
Po tym czasie spłukać szkiełko
wodą destylowaną i wysuszyć preparat. 4.
Przed umieszczeniem na stoliku
mikroskopu nanieść na szkiełko kroplę olejku immersyjnego. Oglądać używając
obiektywu dającego stukrotne powiększenie. |
|
|
Barwienie przetrwalników
metodą Dornera bakterie Bacillus
subtilis odczynniki: stężona fuksyna karbolowa, roztwór nigrozyny |
1. W
probówce zmieszać 0.3 ml zawiesiny bakteryjnej w soli fizjologicznej oraz 0.3
ml stężonej fuksyny karbolowej. 2. Probówkę
umieścić w łaźni wodnej o temperaturze 70oC i inkubować przez 20
minut. 3. Pobrać
ezą zawiesinę bakteryjną i umieścić ją na szkiełku przedmiotowym. 4. Dodać
kroplę roztworu nigrozyny, zmieszać ją z zawiesiną bakteryjną a następnie
rozprowadzić na szkiełku przedmiotowym. 5. Preparat
wysuszyć na wolnym powietrzu, 6. Dodać
kroplę olejku immersyjnego i oglądać w mikroskopie. W wyniku barwienia obserwuje się na ciemno-szarym od nigrozyny tle czerwone przetrwalniki i najczęściej bezbarwne komórki bakterii. |
Barwienie otoczek bakteryjnych metodą Manevala bakterie Klebsiella
oxytoca odczynnika A: 1%
roztwór czerwieni Kongo odczynnik B: 5% roztwór
wodny fenolu, 20% kwas octowy, 30% chlorek żelazowy, 1% kwaśna fuksyna |
1. Na
szkiełku przedmiotowym zmieszać 1 kroplę odczynnika A z 1 kroplą hodowli
badanych bakterii. 2. Po
rozprowadzeniu próby na szkiełku przedmiotowym pozostawić preparat do wyschnięcia.
3. Następnie
nakroplić na szkiełko odczynnik B i pozostawić na 5 minut. 4. Preparat
spłukać wodą i wysuszyć. W wyniku barwienia komórki bakteryjne wybarwiają się na czerwono, tło
preparatu jest niebieskie, zaś otoczki bakteryjne pozostają bezbarwne. |
Ó
Anna-Karina Kaczorowska