Barwienie bakterii

 

 

 

Barwienie metodą Grama

 

odczynniki: fiolet krystaliczny, płyn Lugola, alkoholem etylowym, roztwór fuksyny zasadowej

zobacz schemat

 

 

Bakterie Gram (-), Gram (+)

Gram chwiejność

 

 

1.  Nanieść bakterie na szkiełko podstawowe.

·       W przypadku wykonywania preparatu z hodowli płynnej wystarczy nanieść na szkiełko kroplę hodowli lub pobrać odrobinę bakterii jałową ezą (czyli wyżarzoną w płomieniu palnika) i rozprowadzić zawiesinę na powierzchni szkiełka.

·       W przypadku wykonywania preparatu z bakterii wyrosłych na podłożach stałych należy materiał pobrać jałową ezą (czyli wyżarzoną w płomieniu palnika),  następnie zawiesić bakterie w kropli soli fizjologicznej naniesionej na szkiełko podstawowe.

 

Zabiegi te mają na celu przygotowanie bakterii w postaci niezbyt gęstej zawiesiny. Po wysuszeniu utrwalić preparat przez przeciągnięcie szkiełka podstawowego nad płomieniem palnika. Należy uważać, żeby nie trwało to zbyt długo i żeby bakterii nie przypalić!!!

 

2.  Na utrwalone bakterie nakroplić fiolet krystaliczny w ten sposób by pokrył on powierzchnię, na którą naniesiono bakterie. Barwnik pozostawić na 2 minuty. Po tym czasie zmyć fiolet wodą destylowaną.

 

3.   Nanieść płyn Lugola na 1 minutę. Płyn spłukać obficie najpierw alkoholem etylowym, a później wodą destylowaną.

 

4.   Nanieść na preparat roztwór fuksyny zasadowej na 40 sekund. Po tym czasie spłukać szkiełko wodą destylowaną i wysuszyć preparat. Przed umieszczeniem na stoliku mikroskopu nanieść na szkiełko kroplę olejku immersyjnego. Oglądać używając obiektywu dającego stukrotne powiększenie.

Bakterie określane jako Gram (+) barwią się na kolor niebiesko-fioletowy,         bakterie G (-) na czerwono-różowy

 

 

 

Barwienie błękitem metylenowym

Jest to typ barwienia prostego

odczynniki: błękit metylenowy

 

1.   Preparat przygotowujemy do barwienia w sposób identyczny jak w przypadku barwienia metodą Grama (punkt 1).

2.   Preparat  zalać  na  5 minut barwnikiem  i  spłukać delikatnie wodą

3.   Po tym czasie spłukać szkiełko wodą destylowaną i wysuszyć preparat.

4.   Przed umieszczeniem na stoliku mikroskopu nanieść na szkiełko kroplę olejku immersyjnego. Oglądać używając obiektywu dającego stukrotne powiększenie.

 

 

 

Barwienie przetrwalników metodą Dornera

 

bakterie Bacillus subtilis

odczynniki: stężona fuksyna karbolowa, roztwór nigrozyny

 

 

 

 

1.   W probówce zmieszać 0.3 ml zawiesiny bakteryjnej w soli fizjologicznej oraz 0.3 ml stężonej fuksyny karbolowej.

2.   Probówkę umieścić w łaźni wodnej o temperaturze 70oC i inkubować przez 20 minut.

3.   Pobrać ezą zawiesinę bakteryjną i umieścić ją na szkiełku przedmiotowym.

4.   Dodać kroplę roztworu nigrozyny, zmieszać ją z zawiesiną bakteryjną a następnie rozprowadzić na szkiełku przedmiotowym.

5.   Preparat wysuszyć na wolnym powietrzu,

6.   Dodać kroplę olejku immersyjnego i oglądać w mikroskopie.

W wyniku barwienia obserwuje się na ciemno-szarym od nigrozyny tle czerwone przetrwalniki i najczęściej bezbarwne komórki bakterii.

 

Barwienie otoczek bakteryjnych metodą Manevala

 

bakterie Klebsiella oxytoca

odczynnika A: 1% roztwór czerwieni Kongo

odczynnik B: 5% roztwór wodny fenolu, 20% kwas octowy, 30% chlorek żelazowy, 1% kwaśna fuksyna

 

 

1.   Na szkiełku przedmiotowym zmieszać 1 kroplę odczynnika A z 1 kroplą hodowli badanych bakterii.

2.   Po rozprowadzeniu próby na szkiełku przedmiotowym pozostawić preparat do wyschnięcia.

3.   Następnie nakroplić na szkiełko odczynnik B i pozostawić na 5 minut.

4.   Preparat spłukać wodą i wysuszyć.

W wyniku barwienia komórki bakteryjne wybarwiają się na czerwono, tło preparatu jest niebieskie, zaś otoczki bakteryjne pozostają bezbarwne.

 

 

 

 

Ó Anna-Karina Kaczorowska